Mikrobiom w pierwszych dwóch latach życia

Nasza wiedza na temat mikrobiomu człowieka w ciągu ostatnich paru lat znacznie się pogłębiła. Dotychczasowe odkrycia przyniosły cenne informacje odnośnie sposobu w jaki genetyka, środowisko wewnątrzmaciczne czy rodzaj porodu wpływają na budowanie mikrobioty zaraz po narodzinach; z kolei takie zdarzenia jak antybiotykoterapia, zmiana diety czy narażenie na czynniki środowiskowe we wczesnym dzieciństwie mogą prowadzić do zachwiania bakteryjno-ludzkiej równowagi, zwiększając tym samym ryzyko wystąpienia różnych schorzeń.

W artykule przeglądowym opublikowanym w czasopiśmie Nature Medicine autorzy omawiają wyniki ostatnich prac opisujących czynniki pre- i postnatalne kształtujące rozwój flory fizjologicznej i układu odpornościowego, ich wpływu na równowagę mikrobiologiczną i immunologiczną oraz konsekwencji dla zdrowia. Przedstawiono także perspektywy związane z wdrożeniem nowych terapii oddziałujących na mikroflorę oraz zwrócono uwagę na pilną potrzebę opracowania bardziej skutecznych rozwiązań przywracających homeostazę mikrobiologiczną w organizmie człowieka.

Okres okołoporodowy i noworodkowy

Czynniki prenatalne

Figure 1: Factors shaping the neonatal microbiome.
Ryc. 1. Czynniki kształtujące mikrobiom niemowlęcia. Infekcje pochwy u matki lub choroby przyzębia mogą skutkować przedostaniem się matczynych bakterii do środowiska wewnątrzmacicznego. Mikrobiota jelit i jamy ustnej może przemieszczać się wraz z krwiobiegiem z organizmu matki do płodu. Rodzaj porodu kształtuje zaczątek mikroflory u noworodka. Czynniki postnatalne takie jak stosowanie antybiotyków, dieta (pokarm kobiecy lub mieszanka mleczna, wprowadzone pokarmy stałe), czynniki genetyczne i środowiskowe jeszcze mocniej wpływają na konfigurację mikrobiomu w pierwszych dwóch latach życia. Podobnie jak sposób żywienia różnicuje się wraz z wiekiem, tak mikrobiom stopniowo zmienia się w kierunku kompozycji typowej dla dorosłego (co zazwyczaj ma miejsce ok. 3. roku życia). Bakterie pełniące różne funkcje w naszym organizmie są zależne od siebie.|Źródło: Marina Corral Spence/Nature Publishing Group

Zarówno badania wykorzystujące klasyczne techniki identyfikacji mikroorganizmów (np. hodowla, kultywacja, posiew), jak i nowsze metody stosowane w metagenomice i metatranskryptomice (np. sekwencjonowanie genów 16S rRNA) zakwestionowały dotychczasową koncepcję sterylnego środowiska wewnątrzmacicznego, a uzyskane wyniki sugerują, że występowanie mikroorganizmów w łożysku,1,2 płynie owodniowym,3,4 błonach płodowych,5 pępowinie6 oraz smółce,7,8 może być stanem fizjologicznym.

W badaniach Jiménez i wsp. (2005, 2008)6,7 z około połowy próbek pochodzących z pępowiny oraz z wszystkich próbek pochodzących ze smółki, wyizolowano bakterie należące do rodzaju Enterococcus, Streptococcus, Staphylococcus, Propionibacterium; z kolei w próbkach pobranych z ludzkiego łożyska otrzymano DNA bakterii z rodzai Bifidobacterium i Lactobacillus – naukowcy wnioskująże środowisko wewnątrzmaciczne zawiera bakteryjne DNA, ale niekoniecznie żywe komórki bakteryjne.

Identyfikacja taksonomiczna bakterii – wyzwania i problemy. | Wiele badań identyfikujących poszczególne gatunki bakterii niezdolnych do hodowli w warunkach laboratoryjnych, wykorzystuje takie metody jak 16S rRNA, PCR ilościowy. Metody te nie określają jednak liczby komórek bakteryjnych, a także nie rozróżniają wolnego DNA, martwych i żywych komórek czy aktywności metabolicznej komórki. Z tego też względu trudno jest ostatecznie potwierdzić rzeczywiste istnienie mikroflory łożyska11 oraz ocenić jaką ilość bakterii w środowisku wewnątrzmacicznym należy przyjąć za czynnik ryzyka. Dodatkowo, w powyższych badaniach nie określono całkowitej liczby drobnoustrojów ani nie wykorzystano metod dostarczających rzetelniejszych wyników (np. krew matki jako kontrola do badanych próbek). Poważne ograniczenie w uzyskaniu wiarygodnych wyników wiążą się też z tym, że zarówno poród pochwowy jak i cięcie cesarskie związane są z pewnym odsetkiem bakteriemii.12 Ponadto, odczynniki oraz zestawy ekstrakcyjne wykorzystywane w trakcie doświadczeń, mogą zawierać zanieczyszczenia DNA — jest to problem szczególnie dotkliwy w przypadku próbek o małej biomasie bakteryjnej13,14 (zob. też Lauder i wsp. 2016). Niezbędne są dalsze badania w celu potwierdzenia występowania specyficznej mikroflory w obrębie jamy macicy, oszacowania jej różnorodności i ustalenia jaki wpływ może wywierać na przyszły rozwój noworodka. | Źródło ilustracji: Abrahamsson TR, Wu RY, Jenmalm MC. Gut microbiota and allergy: the importance of the pregnancy period. Pediatr Res. 2015 Jan;77(1-2):214-9.

Bakterie wchodzące w skład mikrobioty matki mogą przedostać się do płodu za pośrednictwem krwiobiegu; hipotezę tę wspierają wyniki doświadczeń na zwierzętach (Jiménez i wsp. 2008).Ciężarnym myszom doustnie podawano bakterie Enterococcus faecium (grupa kontrolna nie otrzymywała owego szczepu), a ciążę rozwiązano cięciem cesarskim na dzień przed planowanym terminem porodu. Ten sam szczep wykryto w płynie owodniowym i smółce młodych, których matki dostawały E. faecium (w grupie kontrolnej szczepu nie wyizolowano). Aagaard i wsp. (2014)2 zaobserwowali obecność małej ilości biomasy bakteryjnej w ludzkim łożysku, zidentyfikowanej jako niepatogenna flora przypominająca mikrobiom jamy ustnej (szczepy należące do Firmicutes, Tenericutes, Proteobacteria, BacteroidesFusobacteria); autorzy tego badania zasugerowali, że mikroflora jamy ustnej może przenikać do krwioobiegu matki, skąd trafiałaby bezpośrednio do łożyska i naczyń krwionośnych dziecka oraz płynu owodniowego. Z drugiej strony występowanie niektórych gatunków (szczególnie szczepów z rodzaju Burkholderia oraz należących do typu Actinobacteria i Alphaproteobacteria) wiąże się z powikłaniami w czasie ciąży2 — u ok. 25% matek wcześniaków wykryto infekcje wewnątrzmaciczną lub obecność drobnoustrojów w jamie owodni.9 W wielu przypadkach identyfikowano bakterie będące typowymi rezydentami pochwy,10 w związku z czym należałoby wziąć pod uwagę, że potencjalna mikroflora macicy może mieć swoje źródło również w infekcjach waginalnych, przynajmniej w odniesieniu do porodów przedwczesnych.

Poród

Pierwszy, zasadniczy kontakt noworodka z mikroorganizmami przebiega w trakcie narodzin i jest wysoce zależny od sposobu oraz czasu przyjścia na świat.15-17 Skóra, jelita, jama ustna i nosowo-gardłowa u noworodków rodzących się drogami natury początkowo zasiedlane są przez gatunki z rodzaju Lactobacillus, typowe dla mikrobioty waginalnej matki.17

Z kolei u dzieci urodzonych cięciem cesarskim pierwszymi kolonizatorami są najczęściej drobnoustroje typowe dla skóry i otoczenia szpitalnego tj. Staphylococcus, Streptococcus lub Propionibacteria.18,19 Ta początkowa mikroflora zmienia się z czasem, ewoluuje i adaptuje do charakterystycznych (pod względem fizykochemicznym i biologicznym) miejsc ciała; proces jej kształtowania zachodzi przede wszystkim w wyniku dostępności do różnych składników odżywczych.20-22 Choć różnice w mikrobiomach niemowląt urodzonych w odmienny sposób zacierają się z czasem, ten pierwszy bakteryjny „odcisk” może utrzymywać się do ok. 12-24 miesiąca życia.18,23 To sugeruje, że wczesna kolonizacja zapewnia przewagę konkurencyjną bakteriom typowym dla rodzaju porodu. Dodatkowo, kolonizacja przewodu pokarmowego noworodka po cięciu cesarskim przez specyficzne gatunki bakterii jest opóźniona.23,24 Choć w badaniach epidemiologicznych zaobserwowano pewne zależności między przyjściem na świat drogą operacyjną a rozwojem różnych schorzeń, to związek przyczynowo-skutkowy tych korelacji trzeba ostatecznie wykazać.25-27

Tab.1. Podsumowanie badań przedstawiających czynniki zaburzające homeostazę mikrobiologicznej we wczesnym okresie życia i rozwoju lub mające ochronne działanie przed chorobami.

Czynnik Publikacja Populacja badana Skutki
Cięcie cesarskie Sevelsted et al.25 1,9 mln, Dania, wiek: 0–15 lat astma, układowe choroby tkanki łącznej, młodzieńcze zapalenie stawów, IBD, niedobory immunologiczne, białaczka
Huh et al.26 1,255, USA, wiek: 3 lata otyłość, podwyższony wskaźnik masy ciała i sumy fałdów skórnych
Eggesbø et al.27 2,803, Norwegia, wiek: 0–2 lat reakcja alergiczna na jajko, ryby lub orzechy, czterokrotny wzrost alergii na jaja
Stosowanie antybiotyków Risnes et al.43 1,401, USA, wiek: 0–6 miesięcy astma, alergia
Hoskin-Parr et al.44 5,780, UK, wiek: 0–2 lata astma, egzema
Saari et al.150 12,062, Finlandia, wiek: 0–2 lata nadwaga, otyłość
Schwartz et al.151 163,820, USA, wiek: 2–18 lata wzrost wagi
Kronman et al.48 9 mln, UK rozwój IBD
Probiotyki Maldonado et al.89 215, Hiszpania, wiek: 0–6 miesięcy ograniczenie infekcji przewodu pokarmowego i górnych dróg oddechowych
Braegger et al.76 ESPGHAN Committee on Nutrition ograniczenie niespecyficznych zakażeń przewodu pokarmowego
Suplementy diety Zimmerman et al.93 (żelazo) 139, Afryka, wiek: 6–14 lat stan zapalny jelit, niższa częstotliwość występowania kolki lub pobudliwości
Higiena Hesselmar et al.96 (higiena smoczka) 184, wiek: 0–3 lata niższe ryzyko rozwoju astmy, alergii lub uczulenia
Zwierzęta Virtanen et al.99 3,143, Finlandia, wiek: 0–1 lat niższe ryzyko rozwoju przedklinicznej postaci cukrzycy typu I

Aby poznać tę pierwszą bakteryjną „szczepionkę”, jaką dostają noworodki w trakcie porodu naturalnego, należy przede wszystkim scharakteryzować mikroflorę dróg rodnych matki. Zidentyfikowano co najmniej 6 typów mikrobioty waginalnej28-30 oraz 5 głównych grup bakterii (ang. bacterial community state types, CSTs)30 występujących u kobiet niebędących w ciąży. Cztery spośród tych grup zazwyczaj wykrywa się u Azjatek oraz kobiet rasy białej; są one zdominowane przez szczepy z rodzaju Lactobacillus: L. crispatus (CST I), L. gasseri (CST II), L. iners (CST III) oraz L. jensenii (CST V). Grupa CST IV o niższej liczebności szczepów Lactobacillus i większej różnorodności gatunków beztlenowych jest charakterystyczna dla kobiet rasy czarnej oraz Hiszpanek.

Mikrobiom dróg rodnych w czasie ciąży podlega znacznym zmianom31 — staje się mniej zróżnicowany i bardziej stabilny pod względem gatunkowym, dominują w nim szczepy z rodzaju Lactobacillus (L. crispatus lub L.iners)31-34. Struktura i kompozycja waginalnej mikrobioty koreluje z pochodzeniem etnicznym30,38, co wskazuje na czynniki genetyczne i środowiskowe jako decydujące w jej kształtowaniu. Biorąc powyższe pod uwagę, noworodki w zależności od pochodzenia mogą być eksponowane na różne drobnoustroje, a tym samym startować z odmiennym fizjologicznym zestawem, co z kolei podkreśla wartość badań charakteryzujących mikrobiomy konkretnych populacji.

Czynniki kształtujące mikrobiom w pierwszych dwóch latach życia

Antybiotyki

Stosowanie antybiotyków w okresie postanatalnym (po porodzie) może zakłócać „delikatny” ekosystem budującej się mikroflory noworodka.41 Z kolei ciągła antybiotykoterapia w pierwszych dwóch latach życia zwiększa ryzyko rozwoju niektórych schorzeń (tab. 1), dlatego poznanie relacji zachodzących między mikrobiomem noworodka a pojawieniem się astmy42-44, cukrzycy typu II45-47, IBD48 czy alergii na mleko45-47 wydaje się niezbędne. Związek między narażeniem na antybiotyki a rozwojem astmy zakwestionowano w badaniach na szwedzkiej populacji (Örtqvist i wsp. 2014) – uzyskane wyniki sugerują wspólny wpływ czynników rodzinnych oraz zakażeń układu oddechowego jako alternatywnych czynników ryzyka.49

Semic-Jusufagic i wsp. (2014) odnotowali, że dzieci eksponowane na antybiotyki we wczesnym okresie życia mogą doświadczać bardziej poważnych (cięższych) infekcji wirusowych, co sugeruje, że zaburzenie odporności przeciwwirusowej zwiększa ryzyko rozwoju astmy i przyjmowanych antybiotyków.50 Zmiany zachodzące w mikrobiomie pod wpływem działania antybiotyków (zarówno pod względem składu gatunkowego jak i czasu powrotu do równowagi) zależą od części ciała,51 rodzaju oraz dawki podawanego leku.52 Przytoczone tu powiązania w mniejszym stopniu są zbadane i poznane u niemowląt, co stwarza lukę w naszej wiedzy na temat tego, jak antybiotyki oddziałują na strukturę mikroflory w czasie kluczowych okresów rozwojowych.

Wyniki badań na ludziach uzupełniają doświadczenia na modelach zwierzęcych, które dostarczają szerszego wglądu w mechanizmy odpowiedzialne za rozwój różnych schorzeń mających swoje źródło w zaburzeniu równowagi mikrobiologicznej po kuracji antybiotykami. Badania (Cox et al., 2014; Nobel et al., 2015) naśladujące wpływ przyjmowania we wczesnym okresie życia niskich lub cyklicznych dawek antybiotyków, wykazały istotne zakłócenia w mikroflorze jelitowej, co z kolei wiązało się ze wzrostem całkowitej masy tłuszczowej ciała u gryzoni.53,54 Ponadto, obniżenie liczebności szczepów z rodzaju Lactobacillus, Allobaculum oraz bakterii SFB (ang. segmented filamentous bacteria) tłumiło odpowiedź ze strony limfocytów Th17 w jelicie grubym.53,55 W badaniu Stefka i wsp. (2014) mysie noworodki, którym podawano antybiotyk silniej reagowały na alergeny pokarmowe; częściowo mogło to wynikać z nieobecności szczepów Clostridia, indukujących produkcję IL-22 (interleukiny zapobiegającej przechodzeniu alergenów przez warstwę nabłonkową jelita).56

Nie tylko bakterie, ale również grzyby i wirusy (tworzące odpowiednio mykobiom oraz wirom) mogą być wrażliwe na ingerencje w mikrobiologiczną równowagę. U myszy eksponowanych na antybiotyki zaobserwowano wzrost liczebność Candida albicans w przewodzie pokarmowym, co — poprzez indukcję komórek tucznych, interleukin prozapalnych (IL-5, IL-13) i innych mediatorów zapalenia odpowiedzialnych za reakcję alergiczną — w rezultacie wiązało się z rozwojem chorób dróg oddechowych u tych zwierząt57 oraz upośledzeniem odpowiedzi przeciwwirusowej u ludzi.58 Należy jednak mieć na uwadze, że modele zwierzęce, choć pomocne w zrozumieniu wielu procesów, charakteryzują się wyraźnie odmiennym profilem immunologicznym, co ogranicza nasze możliwości prostego przenoszenia wyników uzyskanych w badaniach na gryzoniach, na występowanie i rozwój chorób u ludzi.59 Dlatego też opracowanie humanizowanych modeli mysich (efektywniej odzwierciedlających ludzką fizjologię), odgrywa zasadniczą rolę w dokładniejszym zrozumieniu i opisaniu wpływu antybiotyków na zdrowie człowieka.

Dieta

Przez pierwsze miesiące życia ludzkie niemowlę otrzymuje wszystkie składniki odżywcze wraz z pokarmem kobiecym lub sztucznym. Do korzyści związanych z karmieniem piersią zalicza się m.in. większą odporność na infekcje60,61, obniżone ryzyko rozwoju otyłości62,63 i alergii64 u dziecka, z kolei matka ma mniejszą szansę na wystąpienie u niej nadciśnienia, hiperlipidemii, chorób układu krążenia czy cukrzycy typu II (w zależności od czasu trwania laktacji)65,66. Chociaż pozytywny wpływ karmienia piersią na rozwój astmy nadal pozostaje dyskusyjny67, najnowsze badania wskazują, że (po uwzględnieniu innych czynników zakłócających) długotrwałe karmienie piersią poprawia funkcjonowanie płuc dziecka, niezależnie od tego, czy matka choruje na astmę, czy nie.68 Za dobroczynne właściwości kobiecego mleka częściowo odpowiedzialne są związki obecne w pokarmie tj. immunoglobulina A (IgA), laktoferyna oraz defensyny.69,70 W mikrobiocie dzieci karmionych pokarmem naturalnym, w porównaniu z niemowlętami żywionymi wyłącznie mieszanką sztuczną, przeważają szczepy Bifidobacterium i Lactobacillus, co skutkuje niższym pH treści jelitowej i większym stężeniu krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFAs).71 Tak obniżone pH spełnia m.in. rolę ochronną przed patogenami. U noworodków krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFAs) powstają w wyniku fermentacji bakteryjnej z oligosacharydów obecnych w mleku. Oligosacharydy ludzkiego mleka (HMO), których organizm dziecka nie jest w stanie sam strawić72, służą jako źródło energii dla bakterii bytujących w jelicie grubym (zob. też „Czy mleko matki może odżywiać mikroorganizmy manipulujące umysłem?”).

Warto zauważyć, że jedynie szczepy z rodzaju Bifidobacterium np. B. longum ssp. infantis obecne u niemowląt, są w stanie metabolizować oligosacharydy pochodzące z mleka; z kolei gatunki występujące u dorosłych np. B. longum ssp. longum zachowują zdolność do fermentacji węglowodanów złożonych, lecz nie oligosacharydów HMO.

Ludzkie mleko może zawierać aż 107 komórek bakteryjnych na każde 800 ml, w tym bakterii z rodzaju Staphylococcus, Streptococcus, Lactobacillus i Bifidobacterium, które pełnią rolę pierwszej „szczepionki” (inokulum) dla noworodka73,74 (dokładne pochodzenie tych bakterii nie jest jeszcze w pełni wyjaśnione;41 zob. też ryc. 2).

Potencjalne mechanizmy tworzenia się mikrobiomu mleka ludzkiego. - Imgur
Ryc. 2. Potencjalne mechanizmy tworzenia się mikrobiomu mleka ludzkiego. Zmiany fizjologiczne w czasie ciąży i po porodzie ułatwiają migrację bakterii do gruczołu sutkowego. (A) Zmiany hormonalne zachodzące w tym okresie mogą mieć wpływ na przepuszczalność jelit, co z kolei ułatwia wychwytywanie i przechodzenie bakterii. (B) Działając dwukierunkowo, mikrobiota na skórze kobiety oraz mikrobiota jamy ustnej niemowlęcia przyczyniają się do tworzenia mikrobiomu mleka. (C) Bakterie z przewodu pokarmowego matki mogą być przechwytywane przez różne komórki układu odpornościowego. Masowa migracja komórek immunologicznych do gruczołów sutkowych może stanowić kolejny szlak prowadzący do budowania flory bakteryjnej pokarmu kobiecego.| Źródło: Jeurink PV, et al. Human milk: a source of more life than we imagine. Beneficial Microbes, March 2013; 4(1): 17-30.

Po początkowym spadku różnorodności bakteryjnej19,75, stopniowo zwiększana dostępność do różnych składników jakie dostarcza rosnące niemowlę wraz z pokarmami stałymi, skutkuje zmianami w ilości i składzie gatunkowym mikroorganizmów, a także pełnionymi przez nie funkcjami (wykorzystanie węglowodanów, biosynteza aminokwasów oraz witamin)18. Około 3. roku życia mikrobiota dziecka zaczyna przypominać florę fizjologiczną dorosłych z tej samej populacji22.

Probiotyki i suplementy diety

Probiotyki to żywe mikroorganizmy, których zadaniem jest korzystne dla zdrowia działanie, natomiast prebiotyki są substancjami sprzyjającymi wzrostowi pożytecznych drobnoustrojów. Suplementacja pre- i probiotykami mieszanek mlecznych dla niemowląt staje się coraz bardziej powszechna, mimo braku dostatecznych dowodów potwierdzających ich skuteczność.76 Wpływ stosowania probiotyków na rozwój chorób u dzieci, w tym otyłości, alergii, infekcji przewodu pokarmowego lub zapalenia jelita grubego,76-79 był szeroko badany, jednak pozytywny efekt tychże jest nadal przedmiotem dyskusji. Niektóre metaanalizy wskazują na korzyści płynące z wykorzystania probiotyków w terapii atopowego zapalenia skóry,80,81,82 podczas gdy inne nie potwierdzają istotnego działania tych preparatów u niemowląt poniżej 12. miesiąca życia.83 Ryzyko pojawienia się wyprysku atopowego było mniejsze przy podawaniu szczepów Lactobacillus w monoterapii lub w połączeniu z innymi bakteriami84 (jednak inne badania nie wykazały skuteczności takiego postępowania).82 Elazab i wsp. (2013) analizując wpływ probiotyków na uczulenie i astmę (lub świszczący oddech) odnotowali ogólny spadek przeciwciał w klasie IgE oraz zmniejszenie alergii atopowej, jednak efekty te nie dotyczyły bezpośrednio astmy lub świszczącego oddechu.85

immuno (1)
Ryc. 3. Pierwsze tysiąc dni budowania symbiozy pomiędzy mikrobiotą jelit i rozwijającym się układem immunologicznym. | Tworzenie symbiozy pomiędzy jelitami gospodarza a mikrobiotą napędzane jest zarówno przez sygnały rozwojowe, jak i środowiskowe, szczególnie we wczesnym okresie, determinując nasze zdrowie przez całe życie. Rozwój układu pokarmowego, do niedawana uważanego za sterylny w okresie prenatalnym, zależy w takim samym stopniu od genotypu jak i czynników matczynych, w tym stanu odżywienia i zdrowia kobiety. Kryptokępki i tkanki limfatyczne (węzły chłonne krezkowe i kępki Peyer’a) wraz z komórkami dendrytycznymi, limfocytami T i B przygotowują się na spotkanie ze światem pozamacicznym. W momencie porodu, noworodek zostaje zasiedlony przez mikroorganizmy bytujące na ciele mamy oraz w najbliższym otoczeniu, a skład i zróżnicowanie tej społeczności w dużym stopniu zależy od przebiegu porodu i wieku ciąży. Na rozwój mikrobioty jelit w okresie noworodkowym ma wpływ wiele czynników, szczególnie dieta (jej rodzaj, skład i czas) przyczynia się do różnorodności mikrobiologicznej, która upodabnia się do dorosłej około 3 roku życia. Ta poporodowa kolonizacja dostarcza wielu sygnałów, znanych jako wzorce molekularne związane z mikrobami (ang. MAMPs – microbe-associated molecular patterns), które wpływają na dojrzewanie układu immunologicznego oraz barierę błon śluzowych, wraz ze zwiększonym wydzielaniem śluzu. Sygnały te przyczyniają się także do proliferacji komórek nabłonkowych w kryptach jelitowych i znajdujących się w nich komórkach Panetha, zwiększając ich głębokość; przyczyniają się również do wytwarzania peptydów antybakteryjnych (defensyn). Wyspecjalizowane komórki M znajdujące się nad kępkami Peyer’a umożliwiają bezpośrednie oddziaływanie zawartości światła jelita z leżącym głębiej komórkami limfoidalnymi w celu stymulowania odporności związanej z błonami śluzowymi. SIgA jest najliczniejszą immunoglobuliną występującą na powierzchni błon śluzowych. Matczyne SIgA jest dostarczana wraz z mlekiem we wczesnym okresie poporodowym, wspólnie z rozpoczęciem przez noworodka własnej produkcji tych przeciwciał. | Źródło ilustracji: Wopereis H, Oozeer R, Knipping K, Belzer C, Knol J. The first thousand days – intestinal microbiology of early life: establishing a symbiosis. Pediatr Allergy Immunol 2014: 25: 428–438.

Najbardziej znanymi probiotykami dodawanymi do mieszanek mlecznych dla niemowląt są bakterie z rodzaju Lactobacillus oraz Bifidobacterium. Szczep Lactobacillus reuteri DSM 17938 oceniono pod kątem jego wpływu na występowanie kolki niemowlęcej — po 21 dniach suplementacji u niemowląt w wieku do 16. tygodnia życia, zaobserwowano znaczący wzrost szczepów Lactobacillus oraz spadek liczebności Escherichia coli i poziomu amoniaku, w porównaniu z grupą kontrolną.86 W badaniu Brunser i wsp. (2006) zauważono, że podawanie probiotycznego szczepu L. johnsonii La1 zwiększyło całkowitą ilość Lactobacillus u tych noworodków (w stosunku do grupy kontrolnej z placebo), a 17% z tej grupy dzieci wydalało wraz z kałem żywe bakterie La1 przez co najmniej 2 tygodnie od zakończenia przyjmowania preparatu.87 Z kolei u niemowląt obarczonych ryzykiem rozwoju chorób alergicznych, którym przez pierwsze 6 miesięcy życia aplikowano probiotyczne szczepy B. longum BB536 i L. rhamnosus GG, nie odnotowano [pozytywnego] wpływu na ogólny skład mikrobioty jelitowej, a bakterie probiotyczne nie utrzymały się po zaprzestaniu suplementacji.88 Podobne rezultaty zaobserwowano w badaniu z udziałem 6-miesięcznych niemowląt otrzymujących mieszankę mleczną z dodatkiem L. fermentum CECT5716 i galaktooligosacharydów.89 Pomimo zredukowania częstości występowania zakażeń przewodu pokarmowego i infekcji górnych dróg oddechowych, przyjmowanie ww. probiotyków przez 6 miesięcy skutkowało ogólnym wzrostem liczebności Lactobacillus i Bifidobacterium, ale nie wiązało się z istotnymi różnicami w stężeniu krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFAs). Oligosacharydy występujące w ludzkim pokarmie, ale nieobecne w mleku krowim są często wykorzystywane jako prebiotyk w mieszankach mlecznych dla niemowląt. Niestrawialne oligosacharydy dodawane do mleka modyfikowanego wykazują podobne efekty jak karmienie piersią w obniżaniu pH jelita grubego oraz produkcji krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFAs) — takie działanie prawdopodobnie powiązane jest z wybiórczą stymulacją szczepów Bifidobacterium i Lactobacillus.90 Większość przeprowadzonych do tej pory badań sugeruje jednak, że korzyści płynące ze spożywania pre- i probiotyków nie wynikają bezpośrednio ze zmian w mikroflorze jelitowej, ani z ustanowienia szczepów probiotycznych jako stałych rezydentów.

Pod kątem oddziaływania na skład mikrobiomu i zdrowie gospodarza sprawdzano także suplementy diety. Krebs i wsp. przebadali 12-miesięczne amerykańskie niemowlęta; w zależności od wprowadzonej diety (puree mięsne jako główny pokarm uzupełniający, produkty zbożowe wzbogacone w żelazo lub w cynk i żelazo91) ujawniły się różnice w mikrobiomie: u dzieci spożywających żywność z dodatkiem żelaza, ogólny skład flory jelitowej uległ zmianie, a ilość bakterii z rodzaju Lactobacillus drastycznie zmalała, w porównaniu z pozostałymi grupami. Analizując wpływ tłuszczy, olej rybi silniej oddziaływał na mikrobiotę jelitową niemowląt niż olej słonecznikowy, ale efekt ten był widoczny jedynie u dzieci odstawionych od piersi przed 9. miesiącem życia.92 Ponieważ zarówno mleko matki jak i tłuszcz rybi są źródłem długołańcuchowych wielonienasyconych kwasów tłuszczowych (LCPUFAs), to prawdopodobnie dlatego pozytywny efekt suplementacji jest widoczny tylko u dzieci nie karmionych piersią. W badaniu na dzieciach afrykańskich w wieku od 6 do 14 lat, suplementacja żelazem prowadziła do znaczącej zmiany gatunkowej w mikroflorze – zaobserwowano większą ilość enterobakterii (pałeczek jelitowych), zmniejszenie liczby pałeczek kwasu mlekowego (Lactobacillus) i wzrost kalprotektyny w kale (zastępczy marker stanu zapalnego jelit)93; wyniki te podkreślają potrzebę przeprowadzenie badań uwzględniających różnice w składzie mikrobioty jelitowej w różnych populacjach ludzkich94, zanim zaczniemy decydować o wyborze suplementów i zaleceń dietetycznych.

Czynniki środowiskowe

Jednym ze źródeł mikroorganizmów zasiedlających ciało noworodka i niemowlęcia jest najbliższe otoczenie i środowisko. Wspólne mieszkanie z innymi (dzielenie przestrzeni, korzystanie z przedmiotów, dotykanie tych samych powierzchni, oddychanie tym samym powietrzem)95 zwiększa prawdopodobieństwo wymiany bakteryjnej. Wśród niemowląt, których rodzice czyścili smoczek przez oblizywanie go, zaobserwowano zróżnicowaną mikrobiotę jamy ustnej i niższe ryzyko rozwoju alergii u tych dzieci96 (ale też zwiększone ryzyko przeniesienie bakterii próchnicotwórczych, rozwoju wystąpienia próchnicy i chorób dziąseł; zob. też Parisotto et al. 2010). W badaniu z udziałem 60-ciu amerykańskich rodzin ustalono również, że mikroflora jamy ustnej, jelit a szczególnie skóry jest bardzo zbliżona u członków rodziny, w porównaniu z florą niespokrewnionych ze sobą osób,97 dotyczy to także dzieci i ich niebiologicznych opiekunów.22 Powyższe wyniki znalazły potwierdzenie w badaniach wykorzystujących sekwencjonowanie genomów bakterii – u członków rodziny odnajdywano wspólne szczepy bakteryjne nie występujące wśród niespokrewnionych ze sobą osób; szczególnie widoczne było to u matek i ich dorosłych córek, co sugeruje, że niektóre szczepy pozyskane na wczesnym etapie rozwoju, mogą utrzymać się przez całe życie.98

Przypuszcza się, że częsty kontakt ze zwierzętami w dzieciństwie dzięki temu, że zwiększa kontakt niemowlęcia z drobnoustrojami biorącymi udział w powstawaniu tolerancji immunologicznej, ma działanie ochronne. W badaniu z udziałem 3 143 dzieci odnotowano, że w grupie, która w pierwszym roku życia mieszkała razem z psem (w badaniu nie uwzględniono zwierząt podwórkowych i gospodarczych) częstość występowania cukrzycy typu I (w fazie przedklinicznej) była mniejsza.99 Podobne wyniki zaobserwowano w przypadku astmy i alergii,100 choć mechanizmy odpowiedzialne za te efekty nie są dostatecznie poznane. U myszy wystawionych na działanie kurzu (z domów gdzie przebywają psy) stwierdzono wzrost liczebności szczepu Lactobacillus johnsonii w ich jelitach, co sugeruje, że działanie ochronne przed alergią płynące z kontaktu ze zwierzętami może wynikać ze zmian w mirobiocie jelitowej.101

Sjögren et al. (2009) zauważyli, że większa ekspozycja na endotoksyny znajdujące się w kurzu domowym oraz liczna rodzina sprzyjały rozkwitowi Bifidobacterium u niemowląt oraz spadkowi liczebności w szczepach Lactobacillus, Bifidobacterium adolescentis i Clostridium difficile w pierwszych 2 miesiącach życia – zmiany te wiązały się z mniejszym ryzykiem rozwoju alergii u dzieci.102 Badania na fińskich i karelskich populacjach również wskazują na narażenie środowiskowe jako kluczowy czynnik we wczesnym dzieciństwie. Finlandia i rosyjska Karelia, choć sąsiadują ze sobą, to pod względem statusu socjoekonomicznego znacznie się różnią; mimo iż stopień występowania alergii na pyłki i zwierzęta w 1940 roku był zbliżony w obu krajach, to 30 lat później problem ten stał się bardziej powszechny wśród fińskich dzieci.103 Za niektóre z tych różnic np. częstości zachorowań, mogą odpowiadać bakterie obecne w kurzu i wodzie pitnej (jednakowoż niezbędne są dalsze badania, aby bardziej kompleksowo ocenić mikrobiomy poszczególnych populacji). Badania kurzu w dziecięcych sypialniach ujawniły dlaczego mikroflora dzieci żyjących na farmach jest bardziej zróżnicowana gatunkowo (bakterie i grzyby), w porównaniu z dziećmi nie spędzającymi większości czasu w takim otoczeniu105 – mikroorganizmy znajdujące się w budynkach mieszkalnych pokrywały się z tymi, które wykrywano w pomieszczeniach dla zwierząt, co sugeruje, że ekspozycja środowiskowa i otoczenie są potencjalną drogą do kolonizacji bakteryjnej w dzieciństwie.

Czynniki genetyczne

Dopiero niedawno zaczęliśmy rozumieć w jaki sposób mikroflora człowieka współdziała z jego genetyką. Zaburzenia metaboliczne, o których wiemy, że mają podłoże genetyczne106,107 są również związane z odmiennym składem mikrobioty jelitowej108-110 – regulacja bakteryjna zaburzona przez organizm gospodarza może być potencjalnym mechanizmem biorącym udział w patogenezie tych chorób. Ustalenie mechanizmów odpowiedzialnych za interakcje na linii genetyka gospodarza – mikrobiota jest skomplikowane ze względu na olbrzymią liczbę oddziaływań jakie mają miejsce pomiędzy tysiącami gatunków bakterii a milionami genowych polimorfizmów.111 Goodrich i wsp. wykazali, że czynniki genetyczne częściowo kształtują kompozycję mikroflory – wpływ ten jest szczególnie widoczny w przypadku bakterii Christensenellaceae; z kolei dla kolonizacji bakteriami z rodzin Ruminococcaceae, Lachnospiraceae, Bacteroidetes głównym determinantem wydają się być czynniki środowiskowe.112 Dalsze badania będą musiały określić na jakim etapie życia nabywamy gatunki dziedziczne (ang. heritable taxa) oraz kiedy możemy mówić o względnym wpływie genów gospodarza, w porównaniu z innymi czynnikami.

Wpływ mikrobiomu noworodka na rozwój układu immunologicznego

Homeostaza pomiędzy mikroflorą gospodarza i jego systemem immunologicznym ma decydujące znaczenie w utrzymaniu równowagi między odpowiedzią organizmu na obecność patogenów a ochroną przed nieprawidłowym stanem zapalnym.113,114 Liczne badania wykazały korelacje pomiędzy dysbiozą w wieku niemowlęcym a przewlekłym stanem zapalnym, co prowadzić może do otyłości115, IBD116 czy łuszczycy117 u dorosłych.

nm.4142-F2
Ryc. 4. Interakcje zachodzące między mikrobiomem a układem immunologicznym jelit we wczesnym okresie życia. Rozwój drugorzędowych struktur limfatycznych, w tym kępek Peyera oraz węzłów chłonnych krezkowych rozpoczyna się w okresie prenatalnym przed właściwą kolonizacją bakteryjną. Do zasiedlenia dochodzi w czasie i po porodzie, dzięki interakcjom między bateriami komensalnymi a układem immunologicznym gospodarza. Komórki M nabłonka jelita (o mikropofałdowanej od strony światła przewodu pokarmowego powierzchni) leżące nad kępkami Peyera, wychwytują i transportują (drogą endocytozy) antygeny oraz bakterie ze światła jelita. Komórki dendrytyczne (DCs) prezentują przechwycone antygeny, co prowadzi do przekształcenia limfocytów B (dojrzewanie limfocytów B zależnych od limfocytów T) w komórki plazmatyczne zdolne do produkcji IgA (przeciwciała odgrywające istotną rolę w obronie przed patogenami) w blaszce właściwej błony śluzowej. Bakterie mogą być transportowane (drogą transcytozy) przez komórki dendrytyczne w blaszce właściwej i prezentowane limfocytom T w węzłach chłonnych krezkowych, gdzie dochodzi do ich różnicowania. W homeostazie (stan równowagi środowiska wewnętrznego – rysunek na dole po lewej) tzw. molekularne wzorce związane z mikroorganizmami (MAMPs) – substancje wytwarzane przez bakterie komensalne, stymulują produkcję cytokin (IL-25, IL-33, TSLP – limfopoetyny zrębu grasicy, TGF-β – transformujący czynnik wzrostu beta) przez komórki nabłonka jelit. Przekazywanie sygnału do komórek dendrytycznych (DC) pobudza rozwój limfocytów T regulatorowych (Treg) i sprzyja wydzielaniu IL-10. W stanie dysbiozy (zaburzonej równowagi – rysunek na dole po prawej) zmniejszenie liczebności bakterii komensalnych skutkuje wzrostem patobiontów i patogenów. Patogenne MAMPs obierane przez komórki nabłonka jelit stymulują wydzielanie cytokin prozapalnych (IL-1, IL-6 i IL-18), przyczyniając się do rozwoju efektorowych limfocytów T; komórki te różnicują się w limfocyty Th1 CD4+ oraz Th17 zdolne do wydzielania cytokin prozapalnych (takich jak IL-17, TNF-α – czynnik martwicy nowotworu, IFNγ – interferon gamma) pobudzających rekrutację neutrofili w celu obrony gospodarza przed zakażeniami patogennymi. W wyniku dojrzewania limfocytów B w kępkach Peyera dochodzi do produkcji przeciwciał IgG, co często wiąże się z chorobami autoimmunologicznymi i alergią. | Źródło: Marina Corral Spence/Nature Publishing Group.

W czasie porodu drogami natury, dziecko przechodząc przez kanał rodny otrzymuje pierwszy mikrobowy „zastrzyk” złożony z drobnoustrojów zasiedlających pochwę, układ pokarmowy i skórę matki. Niedojrzały, prawie dziewiczy układ immunologiczny noworodka eksponowany jest na bakteryjną lawinę.22 Układ odpornościowy w tym okresie przesuwa równowagę immunologiczną w kierunku odpowiedzi ze strony limfocytów Th2 (obserwowanej w zakażeniach pasożytniczych i chorobach o podłożu alergicznym), aby zapobiec potencjalnie szkodliwej odpowiedzi prozapalnej118; dzięki temu możliwe jest wniknięcie mikroorganizmów i kolonizacja nowego gospodarza. Ta ograniczona ochrona sprawia, że noworodki znajdują się w stanie immunosupresji, przez co z jednej strony mają szansę na zasiedlenie i rozbudowanie swojej mikroflory, a z drugiej są bardziej narażone na atak patogenów (zob. też Laouar et al. 2012, Elahi et al. 2013). W wyniku wielokrotnych kontaktów z patogenami (co zazwyczaj uzależnione jest od czasu i wieku), dochodzi do zmiany polaryzacji z odpowiedzi typu Th2 na Th1, dzięki czemu organizm noworodka ogranicza ryzyko rozwoju alergii oraz atopii w dorosłości.119,120 Z kolei dysbioza będzie promować silną odpowiedź Th1, popychając układ odpornościowy niemowlęcia w reakcję prozapalną (cytokiny IL-12 i interferon gamma IFNγ). Taki stan zapalny sprzyja uszkodzeniu tkanek oraz zaburza procesy naprawy i ustąpienie zakażenia, zakłócając prawidłowe funkcjonowanie systemu regulacji immunologicznej – może to wiązać się z długotrwałymi konsekwencjami, takimi jak rozwój IBD116, alergii czy chorób autoimmunologicznych.

794c67dfb7
Działanie układu immunologicznego niemowlęcia jest blokowane przez jego własny organizm. Badania zespołu z University of Michigan sugerują, iż już od pierwszych dni życia moglibyśmy zwalczać infekcje, gdyby nie działanie samego organizmu. Obecne w organizmie komórki odpornościowe przez wiele lat nie wykorzystują w pełni swoich możliwości – za takie ograniczanie odpowiedzialny może być transformujący czynnik wzrostu beta (TGF-β), produkowany przez szpik kostny. Badania na zwierzętach wykazały, że u osobników, u których zablokowano sygnały z TGF-β, układ odpornościowy dojrzewał znacznie szybciej. Przed osiągnięciem dorosłości ich limfocyty T były 10-krotnie bardziej dojrzałe niż u osobników z normalnie działającymi TGF-β1 (Marcoe et al. 2012). Z kolei naukowcy z Cincinnati Children’s Hospital Medical Center zauważyli, że efekt wyciszania układu odpornościowego u małych myszek miał działanie chroniące przed stanem zapalnym w jelitach w odpowiedzi na pojawienie się korzystnych bakterii. Może to sugerować, że podatność na infekcje we wczesnym okresie życia jest pewną cena jaką noworodki i niemowlęta płacą za możliwość prawidłowej kolonizacji florą komensalną1,2,3,4 (Elahi et al. 2013).

Badania przeprowadzone na mysich noworodkach wykazały, że tolerancja immunologiczna (brak odpowiedzi na niektóre substancje, dzięki czemu układ odpornościowy może odróżnić własne antygeny od obcych) wykształciła się u młodych urodzonych drogami natury, ale nie u osesków, które przyszły na świat cięciem cesarskim.121 U myszy które przyszły na świat waginalnie, wkrótce po urodzeniu dochodziło do spontanicznej aktywacji komórek nabłonka jelitowego oraz do wytworzenia tolerancji na lipopolisacharyd (LPS) — cząsteczkę znajdującą się w zewnętrznej błonie komórkowej bakterii Gram-ujemnych, stymulującą odpowiedź immunologiczną. Wiązało się to z obniżoną aktywnością genów odpowiedzialnych za reakcję immunologiczną w czasie infekcji. Funkcję LPS oraz mikrobioty we wczesnym dzieciństwie analizowano na grupie ok. 200 dzieci z Finlandii, Karelii i Estoni122 (zob. też Co jelita mówią nam o hipotezie higieny?). Flora fizjologiczna fińskich i estońskich niemowląt jest zdominowana przez bakterie z rodzaju Bacteroides, w związku z czym głównym źródłem ekspozycji na LPS u tych dzieci są te gatunki; z kolei u karelskich maluchów można było zaobserwować ich znaczny deficyt. Różnice w strukturze cząsteczki LPS u szczepów Bacteroides oraz innych bakterii wpływają na jej właściwości – w badaniach in vitro oraz na myszach NOD (ang. non-obese diabetic) LPS Bacteroides hamuje tolerancję. Odkrycia te mogą ujawnić przyczynę częstszego występowania chorób autoimmunologicznych w Finlandii i Estonii w porównaniu z Karelią.

W zależności od gatunku Bacteroides, aktywizowane są odmienne reakcje odpornościowe. Bacteroides fragilis poprzez stymulację limfocytów T regulatorowych (Treg) oddziałuje przeciwzapalnie; na swojej powierzchni wytwarza polisacharyd otoczki bakteryjnej (polysaccharide A, PSA), molekularny wzorzec związany z mikroorganizmami (MAMP) rozpoznawany przez receptor TLR2 znajdujący się na komórkach Treg. Zaangażowanie TLR2 oraz PSA prowadzi do indukcji odpowiedzi ze strony komórek Treg oraz ograniczenia komórek Th17, a tym samym do promowania tolerancji i immunosupresji w jelitach. Takie działanie ochronne widoczne jest jedynie w czasie rozwoju odporności w jelitach u mysich noworodków (nie obserwuje się takiego zjawiska u dorosłych osobników).123

Mikrobiom noworodka a choroby

Związek między mikrobiotą w pierwszych dwóch latach życia a rozwojem chorób

Jak wspomniano wcześniej, zaburzona kompozycja mikrobioty u noworodków powiązana jest z występowaniem chorób w dzieciństwie i późniejszym życiu (Tabela 1). Przykładowo, wyniki badań klinicznych z udziałem pacjentów pediatrycznych uprzednio nieleczonych, cierpiących na chorobę Crohna wykazały że gatunku bakterii należące do rodzin Veillonellaceae, Neisseriaceae i Fusobacteriaceae obficie występują u dzieci z tym schorzeniem, w przeciwieństwie do zdrowych osób, u których przeważały szczepy Bacteroides, Fecalibacterium i Ruminococcus.124

Podobnie, częstość występowania astmy w populacji dziecięcej łączy się z nieprawidłową florą bakteryjną. W badaniu z wykorzystaniem analizy podłużnej mikrobioty jelitowej 319 dzieci125, stwierdzono iż, mimo że różnorodność bakteryjna oraz skład nie różniły się znacząco między grupami, pacjenci z atopią i świszczącym oddechem w pierwszym roku życia mieli mikrobiom pozbawiony bakterii Fecalibacterium, Lachnospira, Rothia i Veillonella w 3. miesiącu życia, w porównaniu z grupą kontrolną. U powyższej grupy w wieku 3 miesięcy przewidziano a następnie wykazano w badaniu laboratoryjnym zmniejszoną produkcję LPS oraz octanów należących do krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFA).126

W badaniu obejmującym 226 dzieci z alergią na mleko wykazano, że skład i kompozycja mikrobiomu jelitowego u niemowląt w okresie od 3. do 6. miesiąca życia (w przeciwieństwie do grupy dzieci między 7. a 12. miesiącem życia oraz 13. a 16. miesiącem życia) była związana z ustąpieniem alergii na mleko przed 8. rokiem życia.127 U dzieci poniżej 6. miesięcy, u których choroba ustąpiła, zaobserwowano licznie występujące szczepy Clostridia i Firmicutes w jelitach, z kolei przetrwanie alergii wiązało się z większą liczebnością Enterobacter, Trabulsiella i Salmonella. Podobnym zmianom w mikrobiocie młodszych dzieci towarzyszył mniejszy metabolizm bakteryjnych kwasów tłuszczowych, co jest zgodne z obserwacją, że zdrowe niemowlęta mają niższe stężenie rozgałęzionych krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych w jelitach, niż niemowlęta z alergią na mleko.

Doświadczenia na sterylnych myszach pozwoliły na bardziej precyzyjne określenie w jaki sposób zakłócenie równowagi mikrobiologicznej może przyczynić się do rozwoju chorób. Flora jelitowa dzieci z atopią i świszczącym oddechem jest zubożona o gatunki z rodzaju Fecalibacterium, Lachnospira, Veillonella, Rothia (w skrócie FLVR).125 U sterylnych myszy (wykorzystywanych w zwierzęcym modelu zapalenia dróg oddechowych), którym aplikowano FLVR, zauważono złagodzenie objawów. Po przeszczepieniu gnobiotycznym myszom flory pobranej od niedożywionych malawijskich bliźniąt, odnotowano znaczną utratę masy ciała u tych zwierząt.128 Noval-Rivas i wsp. (2013) wykazali na zwierzęcym modelu alergii pokarmowej, jak mikrobiota jelitowa myszy nie tylko różni się od myszy typu dzikiego (WT, wild-type), ale może również promować anafilaksję u sterylnych myszy, którym wszczepiono ją.129 Wyniki te wyraźnie wskazują na związek przyczynowy między nieprawidłową kompozycją flory jelitowej we wczesnym okresie życia a chorobą, przynajmniej w modelach zwierzęcych.

Metody modyfikujące skład mikrobioty jelitowej

Metody zmieniające skład mikrobioty możemy podzielić na trzy główne grupy: zubożenie (zmniejszenie), modulacja oraz przywrócenie (odbudowa) flory jelitowej. Zdolność antybiotyków do skutecznego obniżania liczebności drobnoustrojów wykorzystywana jest również w leczeniu chorób, za które nie zawsze odpowiadają konkretne patogeny, np. w terapii zapalnych chorób jelit (IBD) stosuje się czasem tę grupę leków (jako monoterapia130 lub kombinacja wielu leków131), jednak warto pamiętać, że długotrwała antybiotykoterapia u dzieci niesie za sobą znaczne ryzyko.132,133

nm.4142-F3
Ryc. 5. Metody modyfikujące skład mikrobioty jelitowej w trakcie choroby. W przedklinicznym stadium choroby nie występują jeszcze objawy lub są one nieswoiste, jednak mogą występować już subtelne zmiany biologiczne. Metody takie jak „wszczepianie” konkretnych gatunków bakterii mogą być najbardziej skuteczne na tym etapie, zapobiegając dalszemu rozwojowi schorzenia wynikającego z wcześniejszej dysbiozy. W miarę postępu choroby, zaburzenie homeostazy flory bakteryjnej skutkuje wzrostem patobiontów (kolor czerwony), produkcji prozapalnych metabolitów oraz aktywacją szlaków stanu zapalnego. Warstwa śluzu chroniąca nabłonek staje się coraz cieńsza. Na tym etapie można wykorzystać interwencje żywieniowe i antybiotyki. W późnym stadium, postępujące zaburzenia prowadzą do dalszego zmniejszenia warstwy śluzu, co pozwala bakteriom przedostać się przez barierę nabłonka. Na tym etapie równowagę mikrobiologiczną może przywrócić agresywna antybiotykoterapia w połączeniu z transferem flory bakteryjnej. | Źródło: Marina Corral Spence/Nature Publishing Group.

Na społeczność bakteryjną można również oddziaływać poprzez dietę, „głodząc” szkodliwe bakterie lub pobudzając do wzrostu te pożyteczne. Dobrze znanym przykładem jest wyłączne dojelitowe leczenie żywieniowe (EEN – Exclusive Enteral Nutrition), w którym odpowiednio skomponowane płynne preparaty podawane doustnie lub przez zgłębnik pokrywają całkowite zapotrzebowanie na składniki odżywcze. EEN stosowane jest jako leczenie pierwszego rzutu u dzieci z chorobą Leśniewskiego-Crohna, gdzie może indukować remisję kliniczną choroby oraz normalizować stężenie markerów zapalnych.134 W badaniu kohortowym na 26 dzieciach poniżej 16 roku życia z aktywną chorobą Leśniewskiego-Crohna, 15 z nich korzystało z EEN przez 8 tygodni – zastosowana interwencja poprawiła stan ich zdrowia.135 Uzyskany przez badaczy wynik sugeruje, że mechanizm terapeutyczny może wiązać się ze zmniejszeniem liczebności bakterii w jelicie grubym oraz niższym stężeniem potencjalnie szkodliwych metabolitów bakteryjnych; jednak pomimo odniesionego sukcesu u tych pacjentów, metoda dostarczania pokarmu (zgłębnik) sprawia, że długotrwałe stosowanie EEN jest problematyczne.

Badania nad niedożywieniem stanowią skrajny przykład tego, jak niedobory żywieniowe mogą kształtować mikroflorę jelitową w okresie dzieciństwa. Smith i wsp. przebadali grupę 317 malawijskich bliźniąt w ciągu ich pierwszych 3 lat życia.128 W tym czasie połowa par pozostała zdrowa, a w przypadku reszty u jednego lub obojga dzieci rozwinęło się niedożywienie. Szczególną uwagę poświęcono parom, gdzie jedno dziecko okazało się niedożywione, a drugie, mimo identycznej diety, nie. Choć jedzenie wydawało się zapoczątkowywać dojrzewanie mikrobiomu, korzyści były przejściowe – po zakończeniu zdrowej diety u niedożywionych dzieci stwierdzano zahamowanie postępów lub regresję, z kolei u zdrowego dziecka z pary, dojrzewanie mikrobiomu nadal zachodziło prawidłowo. Wyniki te sugerują, że obecne interwencje dietetyczne mogą nie być do końca skuteczne w przywracaniu mikroflory do stanu niepatogennego.

Duże zaburzenia mikrobiomowej równowagi (dysbioza) mogą wymagać bardziej radykalnych metod modulujących mirobiotę jelit. Transfer flory jelitowej lub przeszczep mikrobioty (ang. fecal microbiota transplant, FMT) ma na celu zastąpienie flory jelitowej gospodarza, szczepami pochodzącymi od zdrowego dawcy. Procedura ta jest bardzo skuteczna w leczeniu infekcji wywołanych opornym szczepem C. difficile,136, 137 badano również jej wykorzystanie w terapii wrzodziejącego zapalenia jelita grubego u dzieci i młodych dorosłych (7 – 21 lat).138 Efektywność tej metody w przypadku innych schorzeń jest mniejsza139, potrzebne są też dalsze badania aby zoptymalizować takie czynniki jak dawka, droga podania, postać preparatu, które zwiększą skuteczność terapeutyczną FMT.

Biorąc pod uwagę wpływ, jaki mikrobiota w okresie wczesnego dzieciństwa wywiera na stan zdrowia, terapie profilaktyczne przywracające mikrobiologiczną równowagę są wysoce pożądane. Niedawno wykazano, że zaburzenia mikroflory u niemowląt urodzonych cięciem cesarskim mogą zostać częściowo zminimalizowane poprzez metody imitujące poród drogą naturalną19. Zaobserwowano, że przetarcie noworodka po porodzie operacyjnym gazą umieszczoną wcześniej w pochwie matki, wzbogaca jego mikrobiom skóry, jamy ustnej i przewodu pokarmowego o bakterie z rodzai Lactobacillus czy Bacteroides, tym samym bardziej przypominając mikrobiom dzieci, które przyszły na świat drogami natury. Wyniki tego badania pokazują, że transfer matczynych bakterii pochwowych u noworodków pozbawionych możliwości nabycia ich w sposób naturalny jest możliwy, choć nie ustalono jeszcze dokładnych efektów prozdrowotnych tej procedury. (zob. też: „Seeding baby” — szansa dla dziecięcego mikrobiomu?)

Podsumowanie

Nieprawidłowy mikrobiom jelitowy we wczesnym okresie życia związany jest z większym ryzykiem rozwoju chorób, jednak wciąż brakuje jednoznacznych dowodów na to, czy zaburzenia we florze bakteryjnej są rzeczywistym czynnikiem etiologicznym; podobnie wpływ wczesnej i późnej kolonizacji poznaliśmy tylko częściowo140. Badania na dorosłych zwierzętach pokazały w jaki sposób bakterie (metabolizując składniki pokarmowe) modulują układ immunologiczny gospodarza141, dlatego należy podjąć podobne wysiłki w kierunku zrozumienia tego, jak różne społeczności bakteryjne kształtują rozwój odporności w czasie pierwszych dwóch lat życia człowieka. Istotne wydaje się również uwzględnienie różnic w mikrobiomach danych populacji, aby lepiej poznać na jakie bakterie narażone są noworodki w czasie swojej pierwszej kolonizacji i jak zaburzenia mikroflory, charakterystycznej dla danej społeczności, rzutują na dalszy stan ich zdrowia.22, 30, 94


Przypisy

  1. Satokari, R., Grönroos, T., Laitinen, K., Salminen, S. & Isolauri, E. Bifidobacterium and Lactobacillus DNA in the human placenta. Lett. Appl. Microbiol. 48, 8–12 (2009).
  2. Aagaard, K. et al. The placenta harbors a unique microbiome. Sci. Transl. Med. 6, 237ra265 (2014).
  3. Oh, K.J. et al. Detection of ureaplasmas by the polymerase chain reaction in the amniotic fluid of patients with cervical insufficiency. J. Perinat. Med. 38, 261–268 (2010).
  4. DiGiulio, D.B. et al. Microbial prevalence, diversity and abundance in amniotic fluid during preterm labor: a molecular and culture-based investigation. PLoS One 3, e3056 (2008).
  5. Steel, J.H. et al. Bacteria and inflammatory cells in fetal membranes do not always cause preterm labor. Pediatr. Res. 57, 404–411 (2005).
  6. Jiménez, E. et al. Isolation of commensal bacteria from umbilical cord blood of healthy neonates born by cesarean section. Curr. Microbiol. 51, 270–274 (2005).
  7. Jiménez, E. et al. Is meconium from healthy newborns actually sterile? Res. Microbiol. 159, 187–193 (2008).
  8. Hu, J. et al. Diversified microbiota of meconium is affected by maternal diabetes status. PLoS One 8, e78257 (2013).
  9. Romero, R., Dey, S.K. & Fisher, S.J. Preterm labor: one syndrome, many causes. Science 345, 760–765 (2014).
  10. Goldenberg, R.L., Culhane, J.F., Iams, J.D. & Romero, R. Epidemiology and causes of preterm birth. Lancet 371, 75–84 (2008).
  11. Kliman, H.J. Comment on “the placenta harbors a unique microbiome”. Sci. Transl. Med. 6, 254le4 (2014).
  12. Boggess, K.A. et al. Bacteremia shortly after placental separation during cesarean delivery. Obstet. Gynecol. 87, 779–784 (1996).
  13. Salter, S.J. et al. Reagent and laboratory contamination can critically impact sequence-based microbiome analyses. BMC Biol. 12, 87 (2014).
  14. Durack, D.T. Prevention of infective endocarditis. N. Engl. J. Med. 332, 38–44 (1995).
  15. Palmer, C., Bik, E.M., DiGiulio, D.B., Relman, D.A. & Brown, P.O. Development of the human infant intestinal microbiota. PLoS Biol. 5, e177 (2007).
  16. Bennet, R. & Nord, C.E. Development of the fecal anaerobic microflora after cesarean section and treatment with antibiotics in newborn infants. Infection 15, 332–336 (1987).
  17. Dominguez-Bello, M.G. et al. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 11971–11975 (2010).
  18. Bäckhed, F. et al. Dynamics and stabilization of the human gut microbiome during the first year of life. Cell Host Microbe 17, 690–703 (2015).
  19. Dominguez-Bello, M.G. et al. Partial restoration of the microbiota of cesarean-born infants via vaginal microbial transfer. Nat. Med. 22, 250–253 (2016).
  20. Koenig, J.E. et al. Succession of microbial consortia in the developing infant gut microbiome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108 Suppl 1, 4578–4585 (2011).
  21. Lim, E.S. et al. Early-life dynamics of the human gut virome and bacterial microbiome in infants. Nat. Med. 21, 1228–1234 (2015).
  22. Yatsunenko, T. et al. Human gut microbiome viewed across age and geography. Nature 486, 222–227 (2012).
  23. Jakobsson, H.E. et al. Decreased gut microbiota diversity, delayed Bacteroidetes colonization and reduced TH1 responses in infants delivered by cesarean section. Gut 63, 559–566 (2014).
  24. Kabeerdoss, J. et al. Development of the gut microbiota in southern Indian infants from birth to 6 months: a molecular analysis. J. Nutr. Sci. 2, e18 (2013).
  25. Sevelsted, A., Stokholm, J., Bønnelykke, K. & Bisgaard, H. Cesarean section and chronic immune disorders. Pediatrics 135, e92–e98 (2015).
  26. Huh, S.Y. et al. Delivery by cesarean section and risk of obesity in preschool age children: a prospective cohort study. Arch. Dis. Child. 97, 610–616 (2012).
  27. Eggesbø, M., Botten, G., Stigum, H., Nafstad, P. & Magnus, P. Is delivery by cesarean section a risk factor for food allergy? J. Allergy Clin. Immunol. 112, 420–426 (2003).
  28. Zhou, X. et al. The vaginal bacterial communities of Japanese women resemble those of women in other racial groups. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 58, 169–181 (2010).
  29. Gajer, P. et al. Temporal dynamics of the human vaginal microbiota. Sci. Transl. Med. 4, 132ra52 (2012).
  30. Ravel, J. et al. Vaginal microbiome of reproductive-age women. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108 Suppl 1, 4680–4687 (2011).
  31. Romero, R. et al. The composition and stability of the vaginal microbiota of normal pregnant women is different from that of nonpregnant women. Microbiome 2, 4 (2014).
  32. Walther-António, M.R. et al. Pregnancy’s stronghold on the vaginal microbiome. PLoS One 9, e98514 (2014).
  33. Goplerud, C.P., Ohm, M.J. & Galask, R.P. Aerobic and anaerobic flora of the cervix during pregnancy and the puerperium. Am. J. Obstet. Gynecol. 126, 858–868 (1976).
  34. Vásquez, A., Jakobsson, T., Ahrné, S., Forsum, U. & Molin, G. Vaginal lactobacillus flora of healthy Swedish women. J. Clin. Microbiol. 40, 2746–2749 (2002).
  35. Redondo-Lopez, V., Cook, R.L. & Sobel, J.D. Emerging role of lactobacilli in the control and maintenance of the vaginal bacterial microflora. Rev. Infect. Dis. 12, 856–872 (1990).
  36. Witkin, S.S. & Ledger, W.J. Complexities of the uniquely human vagina. Sci. Transl. Med. 4, 132fs11 (2012).
  37. MacIntyre, D.A. et al. The vaginal microbiome during pregnancy and the postpartum period in a European population. Sci. Rep. 5, 8988 (2015).
  38. Fettweis, J.M. et al. Differences in vaginal microbiome in African-American women versus women of European ancestry. Microbiology 160, 2272–2282 (2014).
  39. Hicks, L.A. et al. US outpatient antibiotic-prescribing variation according to geography, patient population and provider specialty in 2011. Clin. Infect. Dis. 60, 1308–1316 (2015).
  40. Hersh, A.L., Shapiro, D.J., Pavia, A.T. & Shah, S.S. Antibiotic prescribing in ambulatory pediatrics in the United States. Pediatrics 128, 1053–1061 (2011).
  41. Arrieta, M.C., Stiemsma, L.T., Amenyogbe, N., Brown, E.M. & Finlay, B. The intestinal microbiome in early life: health and disease. Front. Immunol. 5, 427 (2014).
  42. Kozyrskyj, A.L., Ernst, P. & Becker, A.B. Increased risk of childhood asthma from antibiotic use in early life. Chest 131, 1753–1759 (2007).
  43. Risnes, K.R., Belanger, K., Murk, W. & Bracken, M.B. Antibiotic exposure by 6 months, and asthma and allergy at 6 years: findings in a cohort of 1,401 US children. Am. J. Epidemiol. 173, 310–318 (2011).
  44. Hoskin-Parr, L., Teyhan, A., Blocker, A. & Henderson, A.J. Antibiotic exposure in the first 2 years of life and development of asthma and other allergic diseases by 7.5 years: a dose-dependent relationship. Pediatr. Allergy Immunol. 24, 762–771 (2013).
  45. Bailey, L.C. et al. Association of antibiotics in infancy with early childhood obesity. JAMA Pediatr. 168, 1063–1069 (2014).
  46. Mikkelsen, K.H., Knop, F.K., Frost, M., Hallas, J. & Pottegård, A. Use of antibiotics and risk of type 2 diabetes: a population-based case-control study. J. Clin. Endocrinol. Metab. 100, 3633–3640 (2015).
  47. Metsälä, J. et al. Mother’s and offspring’s use of antibiotics, and infant allergy to cow’s milk. Epidemiology 24, 303–309 (2013).
  48. Kronman, M.P., Zaoutis, T.E., Haynes, K., Feng, R. & Coffin, S.E. Antibiotic exposure and IBD development among children: a population-based cohort study. Pediatrics 130, e794–e803 (2012).
  49. Örtqvist, A.K. et al. Antibiotics in fetal and early life, and subsequent childhood asthma: nationwide population-based study with sibling analysis. Br. Med. J. 349, g6979 (2014).
  50. Semic-Jusufagic, A. et al. Assessing the association of early-life antibiotic prescription with asthma exacerbations, impaired antiviral immunity and genetic variants in 17q21: a population-based birth-cohort study. Lancet Respir. Med. 2, 621–630 (2014).
  51. Zaura, E. et al. Same exposure but two radically different responses to antibiotics: resilience of the salivary microbiome versus long-term microbial shifts in feces. MBio 6, e01693–e15 (2015).
  52. Langdon, A., Crook, N. & Dantas, G. The effects of antibiotics on the microbiome throughout development and alternative approaches for therapeutic modulation. Genome Med. 8, 39 (2016).
  53. Cox, L.M. et al. Altering the intestinal microbiota during a critical developmental window has lasting metabolic consequences. Cell 158, 705–721 (2014).
  54. Nobel, Y.R. et al. Metabolic and metagenomic outcomes from early-life-pulsed antibiotic treatment. Nat. Commun. 6, 7486 (2015).
  55. Ivanov, I.I. et al. Induction of intestinal TH17 cells by segmented filamentous bacteria. Cell 139, 485–498 (2009).
  56. Stefka, A.T. et al. Commensal bacteria protect against food-allergen sensitization. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 111, 13145–13150 (2014).
  57. Noverr, M.C., Falkowski, N.R., McDonald, R.A., McKenzie, A.N. & Huffnagle, G.B. Development of allergic airway disease in mice following antibiotic therapy and fungal microbiota increase: role of host genetics, antigen and interleukin-13. Infect. Immun. 73, 30–38 (2005).
  58. Gonzalez-Perez, G. et al. Maternal antibiotic treatment impacts development of the neonatal intestinal microbiome and antiviral immunity. J. Immunol. 196, 3768–3779 (2016).
  59. Beura, L.K. et al. Normalizing the environment recapitulates adult human immune traits in laboratory mice. Nature 532, 512–516 (2016).
  60. Sadeharju, K. et al. Maternal antibodies in breast milk protect the child from enterovirus infections. Pediatrics 119, 941–946 (2007).
  61. WHO Collaborative Study Team on the Role of Breast-feeding on the Prevention of Infant Mortality. Effect of breast-feeding on infant and child mortality due to infectious diseases in less developed countries: a pooled analysis. Lancet 355, 451–455 (2000).
  62. Harder, T., Bergmann, R., Kallischnigg, G. & Plagemann, A. Duration of breastfeeding and risk of overweight: a meta-analysis. Am. J. Epidemiol. 162, 397–403 (2005).
  63. Weng, S.F., Redsell, S.A., Swift, J.A., Yang, M. & Glazebrook, C.P. Systematic review and meta-analyses of risk factors for childhood overweight identifiable during infancy. Arch. Dis. Child. 97, 1019–1026 (2012).
  64. Greer, F.R., Sicherer, S.H. & Burks, A.W. Effects of early nutritional interventions on the development of atopic disease in infants and children: the role of maternal dietary restriction, breast-feeding, timing of introduction of complementary foods and hydrolyzed formulas. Pediatrics 121, 183–191 (2008).
  65. Schwarz, E.B. et al. Duration of lactation and risk factors for maternal cardiovascular disease. Obstet. Gynecol. 113, 974–982 (2009).
  66. Stuebe, A.M., Rich-Edwards, J.W., Willett, W.C., Manson, J.E. & Michels, K.B. Duration of lactation and incidence of type 2 diabetes. J. Am. Med. Assoc. 294, 2601–2610 (2005).
  67. Guilbert, T.W., Stern, D.A., Morgan, W.J., Martinez, F.D. & Wright, A.L. Effect of breast-feeding on lung function in childhood, and modulation by maternal asthma and atopy. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 176, 843–848 (2007).
  68. Dogaru, C.M. et al. Breast-feeding and lung function at school age: does maternal asthma modify the effect? Am. J. Respir. Crit. Care Med. 185, 874–880 (2012).
  69. Brandtzaeg, P. The mucosal immune system and its integration with the mammary glands. J. Pediatr. 156 Suppl, S8–S15 (2010).
  70. Lönnerdal, B. Nutritional and physiologic significance of human milk proteins. Am. J. Clin. Nutr. 77, 1537S–1543S (2003).
  71. Yoshioka, H., Iseki, K. & Fujita, K. Development and differences of intestinal flora in the neonatal period in breast-fed and bottle-fed infants. Pediatrics 72, 317–321 (1983).
  72. Engfer, M.B., Stahl, B., Finke, B., Sawatzki, G. & Daniel, H. Human milk oligosaccharides are resistant to enzymatic hydrolysis in the upper gastrointestinal tract. Am. J. Clin. Nutr. 71, 1589–1596 (2000).
  73. Martín, R. et al. Human milk is a source of lactic acid bacteria for the infant gut. J. Pediatr. 143, 754–758 (2003).
  74. Heikkilä, M.P. & Saris, P.E. Inhibition of Staphylococcus aureus by the commensal bacteria of human milk. J. Appl. Microbiol. 95, 471–478 (2003).
  75. Pantoja-Feliciano, I.G. et al. Biphasic assembly of the murine intestinal microbiota during early development. ISME J. 7, 1112–1115 (2013).
  76. Braegger, C. et al. Supplementation of infant formula with probiotics and/or prebiotics: a systematic review and comment by the ESPGHAN committee on nutrition. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 52, 238–250 (2011).
  77. Bergmann, H., Rodríguez, J.M., Salminen, S. & Szajewska, H. Probiotics in human milk and probiotic supplementation in infant nutrition: a workshop report. Br. J. Nutr. 112, 1119–1128 (2014).
  78. Deshpande, G., Rao, S. & Patole, S. Probiotics in neonatal intensive care—back to the future. Aust. N. Z. J. Obstet. Gynaecol. 55, 210–217 (2015).
  79. Cuello-Garcia, C.A. et al. Probiotics for the prevention of allergy: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. J. Allergy Clin. Immunol. 136, 952–961 (2015).
  80. Panduru, M., Panduru, N.M., Sălăvăstru, C.M. & Tiplica, G.S. Probiotics and primary prevention of atopic dermatitis: a meta-analysis of randomized controlled studies. J. Eur. Acad. Dermatol. Venereol. 29, 232–242 (2015).
  81. Foolad, N., Brezinski, E.A., Chase, E.P. & Armstrong, A.W. Effect of nutrient supplementation on atopic dermatitis in children: a systematic review of probiotics, prebiotics, formula and fatty acids. JAMA Dermatol. 149, 350–355 (2013).
  82. Doege, K. et al. Impact of maternal supplementation with probiotics during pregnancy on atopic eczema in childhood—a meta-analysis. Br. J. Nutr. 107, 1–6 (2012).
  83. Kim, S.-O. et al. Effects of probiotics for the treatment of atopic dermatitis: a meta-analysis of randomized controlled trials. Ann. Allergy Asthma Immunol. 113, 217–226 (2014).
  84. Pelucchi, C. et al. Probiotics supplementation during pregnancy or infancy for the prevention of atopic dermatitis: a meta-analysis. Epidemiology 23, 402–414 (2012).
  85. Elazab, N. et al. Probiotic administration in early life, atopy and asthma: a metaanalysis of clinical trials. Pediatrics 132, e666–e676 (2013).
  86. Savino, F. et al. Lactobacillus reuteri DSM 17938 in infantile colic: a randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Pediatrics 126, e526–e533 (2010).
  87. Brunser, O. et al. Effects of probiotic- or prebiotic-supplemented milk formulas on fecal microbiota composition of infants. Asia Pac. J. Clin. Nutr. 15, 368–376 (2006).
  88. Mah, K.W. et al. Effect of a milk formula containing probiotics on the fecal microbiota of Asian infants at risk of atopic diseases. Pediatr. Res. 62, 674–679 (2007).
  89. Maldonado, J. et al. Human milk probiotic Lactobacillus fermentum CECT5716 reduces the incidence of gastrointestinal and upper respiratory tract infections in infants. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 54, 55–61 (2012).
  90. Vandenplas, Y., Zakharova, I. & Dmitrieva, Y. Oligosaccharides in infant formula: more evidence to validate the role of prebiotics. Br. J. Nutr. 113, 1339–1344 (2015).
  91. Krebs, N.F. et al. Effects of different complementary feeding regimens on iron status and enteric microbiota in breast-fed infants. J. Pediatr. 163, 416–423 (2013).
  92. Andersen, A.D., Mølbak, L., Michaelsen, K.F. & Lauritzen, L. Molecular fingerprints of the human fecal microbiota from 9 to 18 months old and the effect of fish oil supplementation. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 53, 303–309 (2011).
  93. Zimmermann, M.B. et al. The effects of iron fortification on the gut microbiota in African children: a randomized controlled trial in Cote d’Ivoire. Am. J. Clin. Nutr. 92, 1406–1415 (2010).
  94. Clemente, J.C. et al. The microbiome of uncontacted Amerindians. Sci. Adv. 1, e1500183 (2015).
  95. Flores, G.E. et al. Temporal variability is a personalized feature of the human microbiome. Genome Biol. 15, 531 (2014).
  96. Hesselmar, B. et al. Pacifier cleaning practices and risk of allergy development. Pediatrics 131, e1829–e1837 (2013).
  97. Song, S.J. et al. Cohabiting family members share microbiota with one another and with their dogs. eLife 2, e00458 (2013).
  98. Faith, J.J. et al. The long-term stability of the human gut microbiota. Science 341, 1237439 (2013).
  99. Virtanen, S.M. et al. Microbial exposure in infancy and subsequent appearance of type 1 diabetes mellitus–associated autoantibodies: a cohort study. JAMA Pediatr. 168, 755–763 (2014).
  100. Ownby, D.R., Johnson, C.C. & Peterson, E.L. Exposure to dogs and cats in the first year of life and risk of allergic sensitization at 6 to 7 years of age. J. Am. Med. Assoc. 288, 963–972 (2002).
  101. Fujimura, K.E. et al. House dust exposure mediates gut microbiome Lactobacillus enrichment and airway immune defense against allergens and virus infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 111, 805–810 (2014).
  102. Sjögren, Y.M., Jenmalm, M.C., Böttcher, M.F., Björkstén, B. & Sverremark-Ekström, E. Altered early infant gut microbiota in children developing allergy up to 5 years of age. Clin. Exp. Allergy 39, 518–526 (2009).
  103. Haahtela, T. et al. Hunt for the origin of allergy—comparing the Finnish and Russian Karelia. Clin. Exp. Allergy 45, 891–901 (2015).
  104. von Hertzen, L. et al. Microbial content of drinking water in Finnish and Russian Karelia—implications for atopy prevalence. Allergy 62, 288–292 (2007).
  105. Normand, A.C. et al. Airborne cultivable microflora and microbial transfer in farm buildings and rural dwellings. Occup. Environ. Med. 68, 849–855 (2011).
  106. Frayling, T.M. et al. A common variant in the FTO gene is associated with body mass index, and predisposes to childhood and adult obesity. Science 316, 889–894 (2007).
  107. Herbert, A. et al. A common genetic variant is associated with adult and childhood obesity. Science 312, 279–283 (2006).
  108. Turnbaugh, P.J. et al. A core gut microbiome in obese and lean twins. Nature 457, 480–484 (2009).
  109. Qin, J. et al. A metagenome-wide association study of gut microbiota in type 2 diabetes. Nature 490, 55–60 (2012).
  110. Karlsson, F.H. et al. Gut metagenome in European women with normal, impaired and diabetic glucose control. Nature 498, 99–103 (2013).
  111. Knights, D. et al. Complex host genetics influence the microbiome in inflammatory bowel disease. Genome Med. 6, 107 (2014).
  112. Goodrich, J.K. et al. Human genetics shape the gut microbiome. Cell 159, 789–799 (2014).
  113. Chervonsky, A.V. Influence of microbial environment on autoimmunity. Nat. Immunol. 11, 28–35 (2010).
  114. Hooper, L.V., Littman, D.R. & Macpherson, A.J. Interactions between the microbiota and the immune system. Science 336, 1268–1273 (2012).
  115. Ajslev, T.A., Andersen, C.S., Gamborg, M., Sørensen, T.I. & Jess, T. Childhood overweight after establishment of the gut microbiota: the role of delivery mode, prepregnancy weight and early administration of antibiotics. Int. J. Obes. 35, 522–529 (2011).
  116. Jostins, L. et al. Host–microbe interactions have shaped the genetic architecture of inflammatory bowel disease. Nature 491, 119–124 (2012).
  117. Nestle, F.O., Kaplan, D.H. & Barker, J. Psoriasis. N. Engl. J. Med. 361, 496–509 (2009).
  118. Adkins, B. & Du, R.Q. Newborn mice develop balanced TH1 and TH2 primary effector responses in vivo but are biased to TH2 secondary responses. J. Immunol. 160, 4217–4224 (1998).
  119. Bach, J.F. The effect of infections on susceptibility to autoimmune and allergic diseases. N. Engl. J. Med. 347, 911–920 (2002).
  120. Liu, A.H. & Leung, D.Y. Renaissance of the hygiene hypothesis. J. Allergy Clin. Immunol. 117, 1063–1066 (2006).
  121. Lotz, M. et al. Postnatal acquisition of endotoxin tolerance in intestinal epithelial cells. J. Exp. Med. 203, 973–984 (2006).
  122. Vatanen, T. et al. Variation in microbiome LPS immunogenicity contributes to autoimmunity in humans. Cell 165, 842–853 (2016).
  123. An, D. et al. Sphingolipids from a symbiotic microbe regulate homeostasis of host intestinal natural killer T cells. Cell 156, 123–133 (2014).
  124. Gevers, D. et al. The treatment-naive microbiome in new-onset Crohn’s disease. Cell Host Microbe 15, 382–392 (2014).
  125. Arrieta, M.C. et al. Early-infancy microbial and metabolic alterations affect risk of childhood asthma. Sci. Transl. Med. 7, 307ra152 (2015).
  126. Langille, M.G. et al. Predictive functional profiling of microbial communities using 16S rRNA marker gene sequences. Nat. Biotechnol. 31, 814–821 (2013).
  127. Bunyavanich, S. et al. Early-life gut microbiome composition is associated with milk allergy resolution. J. Allergy Clin. Immunol. http://dx.doi.org/10.1016/j. jaci.2016.03.041 (2016).
  128. Smith, M.I. et al. Gut microbiomes of Malawian twin pairs discordant for kwashiorkor. Science 339, 548–554 (2013).
  129. Noval Rivas, M. et al. A microbiota signature associated with experimental food allergy promotes allergic sensitization and anaphylaxis. J. Allergy Clin. Immunol. 131, 201–212 (2013).
  130. Muniyappa, P., Gulati, R., Mohr, F. & Hupertz, V. Use and safety of rifaximin in children with inflammatory bowel disease. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 49, 400–404 (2009).
  131. Turner, D., Levine, A., Kolho, K.L., Shaoul, R. & Ledder, O. Combination of oral antibiotics may be effective in severe pediatric ulcerative colitis: a preliminary report. J. Crohn’s Colitis 8, 1464–1470 (2014).
  132. Cotten, C.M. et al.; NICHD Neonatal Research Network. Prolonged duration of initial empirical antibiotic treatment is associated with increased rates of necrotizing enterocolitis and death for extremely low-birth-weight infants. Pediatrics 123, 58–66 (2009).
  133. Faden, D. & Faden, H.S. The high rate of adverse drug events in children receiving prolonged outpatient parenteral antibiotic therapy for osteomyelitis. Pediatr. Infect. Dis. J. 28, 539–541 (2009).
  134. Buchanan, E. et al. The use of exclusive enteral nutrition for induction of remission in children with Crohn’s disease demonstrates that disease phenotype does not influence clinical remission. Aliment. Pharmacol. Ther. 30, 501–507 (2009).
  135. Quince, C. et al. Extensive modulation of the fecal metagenome in children with Crohn’s disease during exclusive enteral nutrition. Am. J. Gastroenterol. 110, 1718– 1729, quiz 1730 (2015).
  136. Khoruts, A., Dicksved, J., Jansson, J.K. & Sadowsky, M.J. Changes in the composition of the human fecal microbiome after bacteriotherapy for recurrent Clostridium difficile–associated diarrhea. J. Clin. Gastroenterol. 44, 354–360 (2010).
  137. Youngster, I. et al. Oral, capsulized, frozen fecal microbiota transplantation for relapsing Clostridium difficile infection. J. Am. Med. Assoc. 312, 1772–1778 (2014).
  138. Kunde, S. et al. Safety, tolerability and clinical response after fecal transplantation in children and young adults with ulcerative colitis. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 56, 597–601 (2013).
  139. Grinspan, A.M. & Kelly, C.R. Fecal microbiota transplantation for ulcerative colitis: not just yet. Gastroenterology 149, 15–18 (2015).
  140. Martinez, F.D. The human microbiome. Early-life determinant of health outcomes. Ann. Am. Thorac. Soc. 11 Suppl 1, S7–S12 (2014).
  141. Furusawa, Y. et al. Commensal-microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature 504, 446–450 (2013).
  142. Sander, L.E. et al. Detection of prokaryotic mRNA signifies microbial viability and promotes immunity. Nature 474, 385–389 (2011).
  143. Franzosa, E.A. et al. Relating the metatranscriptome and metagenome of the human gut. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 111, E2329–E2338 (2014).
  144. Sellitto, M. et al. Proof of concept of microbiome–metabolome analysis and delayed gluten exposure on celiac disease autoimmunity in genetically at-risk infants. PLoS One 7, e33387 (2012).
  145. Stewart, C.J. et al. Preterm gut microbiota and metabolome following discharge from intensive care. Sci. Rep. 5, 17141 (2015).
  146. Kersulyte, D. et al. Differences in genotypes of Helicobacter pylori from different human populations. J. Bacteriol. 182, 3210–3218 (2000).
  147. Palm, N.W. et al. Immunoglobulin A coating identifies colitogenic bacteria in inflammatory bowel disease. Cell 158, 1000–1010 (2014).
  148. Shen, N. & Clemente, J.C. Engineering the microbiome: a novel approach to immunotherapy for allergic and immune diseases. Curr. Allergy Asthma Rep. 15, 39 (2015).
  149. David, L.A. et al. Diet rapidly and reproducibly alters the human gut microbiome. Nature 505, 559–563 (2014).
  150. Saari, A., Virta, L.J., Sankilampi, U., Dunkel, L. & Saxen, H. Antibiotic exposure in infancy and risk of being overweight in the first 24 months of life. Pediatrics 135, 617–626 (2015).
  151. Schwartz, B.S. et al. Antibiotic use and childhood body mass index trajectory. Int. J. Obes. (Lond) 40, 615–621 (2016).
  152. Human Microbiome Project Consortium. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature 486, 207–214 (2012).
  153. Luo, C. et al. ConStrains identifies microbial strains in metagenomic data sets. Nat. Biotechnol. 33, 1045–1052 (2015).
  154. Cleary, B. et al. Detection of low-abundance bacterial strains in metagenomic data sets by eigengenome partitioning. Nat. Biotechnol. 33, 1053–1060 (2015).
  155. Maurice, C.F., Haiser, H.J. & Turnbaugh, P.J. Xenobiotics shape the physiology and gene expression of the active human gut microbiome. Cell 152, 39–50 (2013).
  156. Peris-Bondia, F., Latorre, A., Artacho, A., Moya, A. & D’Auria, G. The active human gut microbiota differs from the total microbiota. PLoS One 6, e22448 (2011).
  157. Ghannoum, M.A. et al. Characterization of the oral fungal microbiome (mycobiome) in healthy individuals. PLoS Pathog. 6, e1000713 (2010).
  158. Gaitanis, G., Magiatis, P., Hantschke, M., Bassukas, I.D. & Velegraki, A. The Malassezia genus in skin and systemic diseases. Clin. Microbiol. Rev. 25, 106–141 (2012).
  159. Chang, F.Y. et al. Analysis of the serum levels of fungi-specific immunoglobulin E in patients with allergic diseases. Int. Arch. Allergy Immunol. 154, 49–56 (2011).

Źródło: Tamburini S, Shen N, Wu HC, Clemente JC. The microbiome in early life: implications for health outcomes. Nat Med. 2016 Jul 7;22(7):713-22. doi: 10.1038/nm.4142.

Reklamy

Skomentuj

Wprowadź swoje dane lub kliknij jedną z tych ikon, aby się zalogować:

Logo WordPress.com

Komentujesz korzystając z konta WordPress.com. Wyloguj / Zmień )

Zdjęcie z Twittera

Komentujesz korzystając z konta Twitter. Wyloguj / Zmień )

Facebook photo

Komentujesz korzystając z konta Facebook. Wyloguj / Zmień )

Google+ photo

Komentujesz korzystając z konta Google+. Wyloguj / Zmień )

Connecting to %s